脑定位注射实验

脑立体定位技术被广泛的运用于脑的损毁、刺激和脑电记录的精确定位中，成为研究脑结构和功能必不可少的工具。脑立体定位技术主要是使用脑立体定位仪作为定位仪器，利用某些颅骨外面的标志（如前囟、后囟、外耳道、眼眶、矢状缝等）或其它参考点所规定的三度坐标系统，来确定皮层下某些神经结构的位置，以便在非直视暴露下对其进行定向的刺激、破坏、注射药物、引导电位等研究，是神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域内的重要研究方法。常用的实验动物，如大鼠、小鼠、猫等高等哺乳动物以及鸟类，其均有完全的外耳道，可用（耳棒）来定位。在确定了颅外标记之后，就可按脑立体定点阵图谱所提供的数据进行定位操作。

脑定位注射是将药物直接注入脑室内。慢性实验须先将套管埋人脑内，管端距侧脑室壁约1mm，并固定子颅骨上，实验时将注射管通过套管进入侧脑室，注射微量药物。急性实验可将动物头部固定于立体定位仪上，将注射管直接插入脑室注射，可用于观察不同药物注入脑室后各种生理指标和变化。

大鼠脑定位注射实验操作：

器械准备：脑立体定位仪1套，配套牙科钻1套，微量注射器1个，眼科剪1把，镊子2把，动脉夹2个，医用小棉签等。

实验大鼠称重，7%水合氯醛腹腔注射麻醉，麻醉剂量5ml/kg。大鼠头部备皮。75%酒精棉球消毒（亦可用碘伏消毒液）。

麻醉后的大鼠固定于脑立体定位仪，具体操作为大鼠上门齿卡入横杆，调节旋钮压紧鼻杆；将耳杆插入大鼠耳道，平衡调节左、右耳杆，使大鼠两耳间连线与耳杆在同一直线上，保证左、右耳杆的刻度位置相同后调节旋钮锁紧耳杆。大鼠固定完好的判断标准：鼻对正中，头部不动，提尾不掉，目测大脑放置水平（使颅骨水平）。

眼科剪纵向剪开大鼠头部皮肤约3cm，用镊子沿颅骨表面剥离骨膜结缔组织并剪除，用无菌棉球蘸去浸出的血液，将颅骨表面清理干净，暴露前后囟。

调节脑定位仪上横纵坐标旋钮使牙科微孔钻位于前囟点上方并轻触该点，以Bregma点作为三维坐标系的参考点（零点）。

根据注射位置的不同，及大鼠重量的不同，注射坐标不同。此处以普通SD大鼠（350±50g）侧脑室注射为例，通过查询脑立体定点阵图谱确定需要定位的核团位置，确定坐标值，即ML值（X轴）、AP值（Y轴）、DV值（Z轴）。侧脑室位置为前囟点旁开1.5mm，向后囟方向1.1mm ，深4.5mm（坐标即为±1.5，-1.1，-4.5）。调节X轴（1.5个单位）及Y轴（1.1个单位）旋钮移动操作臂到坐标位置，使用微孔牙科钻缓慢打孔。钻孔另一种操作法为确定钻孔位置后在该点蘸墨打点标记，后手持牙科钻进行钻孔。颅骨钻穿时有明显落空感，此时应小心操作避免伤及硬脑膜。